Background: Tissue engineering represents a promising approach for the production of bone substitutes. The use of perfusion bioreactors for the culture of bone-forming cells on a three-dimensional porous scaffold resolves mass transport limitations and provides mechanical stimuli. Despite the recent and important development of bioreactors for tissue engineering, the underlying mechanisms leading to the production of bone substitutes remain poorly understood. Methods: In order to study cell proliferation in a perfusion bioreactor, we propose a simplified experimental set-up using an impermeable scaffold model made of 2 mm diameter glass beads on which mechanosensitive cells, NIH-3T3 fibroblasts are cultured for up to 3 weeks under 10 mL/min culture medium flow. A methodology combining histological procedure, image analysis and analytical calculations allows the description and quantification of cell proliferation and tissue production in relation to the mean wall shear stress within the bioreactor. Results: Results show a massive expansion of the cell phase after 3 weeks in bioreactor compared to static control. A scenario of cell proliferation within the three-dimensional bioreactor porosity over the 3 weeks of culture is proposed pointing out the essential role of the contact points between adjacent beads. Calculations indicate that the mean wall shear stress experienced by the cells changes with culture time, from about 50 mPa at the beginning of the experiment to about 100 mPa after 3 weeks. Conclusion: We anticipate that our results will help the development and calibration of predictive models, which rely on estimates and morphological description of cell proliferation under shear stress.

The traditional 3D culture systems in vitro lack the biological and mechanical spatiotemporal stimuli characteristic to native tissue development. In our study, we combined porous polysaccharide-based hydrogel scaffolds with a bioreactor-type perfusion device that generates favorable mechanical stresses while enhancing nutrient transfers. MC3T3E1 mouse osteoblasts were seeded in the scaffolds and cultivated for 3 weeks under dynamic conditions at a perfusion rate of 10 mL min⁻¹. The spatial distribution of the cells labeled with superparamagnetic iron oxide nanoparticles was visualized by MRI. Confocal microscopy was used to assess cell numbers, their distribution inside the scaffolds, cell viability, and proliferation. The oxygen diffusion coefficient in the hydrogel was measured experimentally. Numerical simulations of the flow and oxygen transport within the bioreactor were performed using a lattice Boltzmann method with a two-relaxation time scheme. Last, the influence of cell density and spheroid size on cell oxygenation was investigated. The cells spontaneously organized into spheroids with a diameter of 30–100 μm. Cell viability remained unchanged under dynamic conditions but decreased under static culture. The cell proliferation (Ki67 expression) in spheroids was not observed. The flow simulation showed that the local fluid velocity reached 27 mm s⁻¹ at the height where the cross-sectional area of the flow was the smallest. The shear stress exerted by the fluid on the scaffolds may locally rise to 100 mPa, compared with the average value of 25 mPa. The oxygen diffusion coefficient in the hydrogel was $1.6\times {10}^{-9}$ m² s⁻¹. The simulation of oxygen transport and consumption confirmed that the cells in spheroids did not suffer from hypoxia when the bioreactor was perfused at 10 mL min⁻¹, and suggested the existence of optimal spheroid size and spacing for appropriate oxygenation. Collectively, these findings enabled us to define the optimal conditions inside the bioreactor for an efficient in vitro cell organization and survival in spheroids, which are paramount to future applications with organoids.

La reconstruction de larges défauts osseux nécessite l’implantation de matrices jouant le rôle d’échafaudage, biocompatibles, biodégradables et capables de promouvoir la régénération osseuse. Cette thèse porte sur un biomatériau poreux dont certaines formulations ont déjà démontré leur potentiel de régénération osseuse chez le rat et la chèvre. Il est obtenu par lyophilisation d’un hydrogel de polysaccharides (pullulane et dextrane) réticulé chimiquement.Dans un premier temps, on s’intéresse à l’influence des paramètres du procédé d’élaboration sur la structure poreuse du biomatériau. Les matrices sont caractérisées à chaque étape du procédé : par rhéométrie en mode dynamique lors de la réticulation, par cryomicroscopie électronique à l’issue de la congélation, par microtomographie à rayon X à l’état déshydraté et enfin par microscopie confocale à l’état solvaté. Il apparaît que la structure poreuse obtenue à l’issue de la lyophilisation dépend fortement de la microstructure de la glace formée lors de l’étape de congélation : chaque pore résulte de la croissance d’un à quelques cristaux. Le nombre et la taille des grains de glace après solidification complète sont étroitement liés à la germination secondaire, un phénomène qui est exacerbé par la présence du réseau polymère.Deux paramètres d’élaboration contrôlant la structure poreuse sont particulièrement examinés : d’une part la quantité de réticulant introduit lors de la synthèse de l’hydrogel (qui modifie la longueur de corrélation du réseau polymère), d’autre part la température de germination lors de la congélation. Après sublimation de la glace, le biomatériau obtenu est extrêmement poreux (92 − 94%).L’efficacité d’ensemencement des matrices déshydratées est quantifiée à l’aide de suspensions de microsphères de différents diamètres et de suspensions de cellules : le seuil de coupure est de l’ordre du diamètre moyen des pores secs. Après hydratation (concomitante à l’ensemencement), la porosité est nettement plus faible (~ 30%) et le diamètre moyen des pores hydratés diminue d’un facteur 2 à 4 en fonction de la densité de réticulation.Dans un second temps, cette thèse met en place une démarche d’étude in vitro portant sur les interactions des cellules osseuses (ostéoblastes de souris) avec le biomatériau. L’objectif est de disposer d’un système d’étude mimant les conditions physiologiques afin d’optimiser les propriétés de régénération osseuse du biomatériau. Le choix d’un dispositif in vitro permet de faire l’économie d’expérimentations animales. Un bioréacteur à perfusion est choisi comme modèle d’étude car il permet un environnement 3D où les transferts de matière peuvent être contrôlés. Une caractérisation multi-échelle est mise en place : marquage biologique et microscopie confocale à l’échelle des amas cellulaires et des matrices, imagerie par résonnance magnétique à l’échelle du bioréacteur. Celle-ci est complétée par la simulation numérique de l’hydrodynamique et du transport d’oxygène dissous dans le bioréacteur où chaque phase (fluide, hydrogel, amas cellulaires) est décrite avec une résolution spatiale de 55 µm correspondant à celle de l’IRM. Les équations de Navier-Stokes et l’équation de convection-diffusion sont simulées à l’aide de méthodes de Boltzmann sur réseau, particulièrement adaptées aux géométries complexes. On étudie l’influence de la taille des amas cellulaires et de la densité d’amas sur le champ de concentration d’oxygène en vue d’optimiser leur viabilité.Cette thèse donne des éléments clés pour contrôler la microstructure d’un hydrogel poreux destiné à l’ingénierie tissulaire et fournit un protocole expérimental d’étude en bioréacteur à perfusion couplé à une modélisation numérique pour optimiser les propriétés d’usage du biomatériau.