Atherosclerosis is a life-threatening condition characterized by chronic inflammation of the arterial wall. Atherosclerotic plaque macrophages are key players at the site of disease, where metabolic reprogramming dictates the progression of pathogenesis. Here we show that reduced macrophage glutaminase activity is related to glutaminase (GLS)-1 and not GLS2 expression. While glutamine synthetase serves as a metabolic rheostat controlling nutrient flux into cells in vitro, macrophage restorative functions in the context of atherosclerosis relies more heavily on glutamine influx. Enhanced glutamine flux is largely mediated by the SLC7A7 exchanger in macrophages: Slc7a7-silenced macrophages have reduced glutamine influx and GLS1-dependent glutaminolysis, impeding downstream signalling involved in macrophage restorative functions. In vivo, macrophage-specific deletion of Slc7a7 accelerates atherosclerosis in mice with more complex necrotic core composition. Finally, cell-intrinsic regulation of glutaminolysis drives macrophage metabolic and transcriptional rewiring in atherosclerosis by diverting exogenous Gln flux to balance remodelling and restorative functions. Thus, we uncover a role of SLC7A7-dependent glutamine uptake upstream of glutaminolysis in atherosclerotic plaque development and stability.

Different types of macrophages (Mφ) are involved in atherogenesis, including inflammatory Mφ and foamy Mφ (FM). Our previous study demonstrated that two-photon excited fluorescence (TPEF) imaging of NADH and FAD autofluorescence (AF) could distinguish experimental models that mimic the different atherosclerotic Mφ types. The present study assessed whether optical differences correlated with phenotypic and functional differences, potentially guiding diagnostic and therapeutic strategies. Phenotypic differences were investigated using three-dimensional principal component analysis and multi-color flow cytometry. Functional analyses focused on cytokine production, metabolic profiles, and cellular oxidative stress, in LDL dose-dependent assays, to understand the origin of AF in the FAD spectrum and assess FM ability to transition toward an immunoregulatory phenotype and function. Phenotypic studies revealed that FM models generated with acetylated LDL (Mac) were closer to immunoregulatory Mφ, while those generated with oxidized LDL (Mox) more closely resembled inflammatory Mφ. The metabolic analysis confirmed that inflammatory Mφ primarily used glycolysis, while immunoregulatory Mφ mainly depended on mitochondrial respiration. FM models employed both pathways; however, FM models generated with high doses of modified LDL showed reduced mitochondrial respiration, particularly Mox FM. Thus, the high AF in the FAD spectrum in Mox was not linked to increased mitochondrial respiration, but correlated with the dose of oxidized LDL, leading to increased production of reactive oxygen species (ROS) and lysosomal ceroid accumulation. High FAD-like AF, ROS, and ceroid accumulation were reduced by incubation with α-tocopherol. The cytokine profiles supported the phenotypic analysis, indicating that Mox FM exhibited greater inflammatory activity than Mac FM, although both could be redirected toward immunoregulatory functions, albeit to different degrees. In conclusion, in the context of immunoregulatory therapies for atherosclerosis, it is crucial to consider FM, given their prevalence in plaques and our results, as potential targets, regardless of their inflammatory status, alongside non-foamy inflammatory Mφ.

L’athérosclérose est une inflammation chronique liée à la rétention de LDL oxydées à la surface de la paroi des vaisseaux artériels conduisant à la formation de plaques dites « athérosclérotiques » susceptibles de se rompre et de conduire à des accidents cardiovasculaires (AVC, infarctus, embolies pulmonaires). Les macrophages, après avoir infiltré la paroi des artères, phagocytent les LDL oxydées et deviennent spumeux. Ils sont donc particulièrement impliqués dans la formation de ces plaques et leur évolution vers la rupture. Cette thèse porte sur la mise au point d’un modèle physiopathologique de macrophages spumeux de manière à développer de nouvelles stratégies de diagnostic et de thérapie ciblant cette population. Pour cela, des macrophages primaires humains ont été stimulés avec des LDL oxydées ainsi qu’un extrait de pool de plaques d’athérome carotidiennes humaines, de manière à mimer le microenvironnement pathologique. Nous avons ainsi mis en évidence que ces macrophages spumeux coexpriment à leur surface les marqueurs inflammatoires CD40, CD86 et CD197, et les marqueurs immunorégulateurs CD163, CD206 et CD200R, mais avec un niveau basal. Nous avons ensuite abordé leur caractérisation fonctionnelle par l’observation, en microscopie de fluorescence bi-photonique, d’intermédiaires du métabolisme énergétique naturellement autofluorescents : le NADH et le FAD. Ces cofacteurs enzymatiques sont produits différentiellement selon les voies métaboliques empruntées par les cellules (glycolyse pour les M1, respiration mitochondriale pour les M2). Nous avons montré que les M1, les M2 et notre modèle de macrophages spumeux, sont distinguables optiquement en microscopie bi-photonique. Ces résultats permettent d’envisager le développement de nouveaux dispositifs de diagnostic in vivo basés sur l’imagerie optique de l’activité cellulaire métabolique des macrophages. Par ailleurs, nous avons obtenu, par la technologie de phage-display, des anticorps humains qui seront utiles à la poursuite de la caractérisation de ce modèle et pour le développement de nouvelles stratégies de stratification des patients et d’immunothérapie. Pour cela, les différences métaboliques des sous-populations macrophagiques observées en microscopie bi-photonique seront mises à profit pour l’élaboration d’un test fonctionnel permettant de sélectionner les anticorps capables de restaurer une fonction athéroprotective (induction d’une immunorégulation ou de l’efflux de cholestérol).